Hydrogele für die 3D-Zellkultur in der Mikrofluidik: Ein Überblick

Hydrogele werden häufig als Scaffold-Materialien für die Immobilisierung von Zellen in einem mikrofluidischen Chip verwendet. Zur Herstellung von dreidimensionalen Zell-Hydrogel-Scaffolds wurden verschiedene Strategien entwickelt. In diesem Übersichtsartikel diskutieren wir die wichtigsten Hydrogele, die in mikrofluidischen Systemen eingesetzt werden können, sowie die Methoden zur Herstellung dieser Scaffolds.

Die Haupttypen von Hydrogelen

Alginat

Alginat ist in den Zellwänden von Braunalgen weit verbreitet, ist hydrophil und bildet bei Hydratisierung ein viskoses Gel. In unserem Fall bilden Alginate – aus Algen gewonnene Polysaccharide – nach Zugabe von Calciumionen ein Hydrogel, das potenziell für die Synthese von Zell-Scaffolds genutzt werden kann. Es ist bekannt, dass Alginat in Gegenwart von divalenten Metallkationen wie Calcium und Magnesium vernetzte Strukturen bildet, sogenannte Eierkarton-Strukturen („egg-box structures“). Dieses Hydrogel weist mehrere interessante Eigenschaften auf, wie eine hohe Absorptionskapazität und Biokompatibilität, die für klinische oder biologische Anwendungen äußerst gefragt sind. Darüber hinaus macht die chemische Modifikation von Alginat durch die Einführung funktioneller Gruppen in die Carboxylgruppe es zu einem intelligenten Material, da es auf Licht, Temperatur und hyperschallbedingte Störungen reagiert. Die Adhäsion von Alginat an Zellen kann zudem durch die Einführung von Zelladhäsionsmolekülen in die Seitenketten verbessert werden. Alginat wird häufig in Form isotroper Hydrogele eingesetzt.

Matrigel

Die extrazelluläre Matrix von Zellen besteht zu einem großen Teil aus Kollagen. Während die 3D-Kultivierung die Forschungswelt seit einigen Jahren revolutioniert, hat auch die Möglichkeit zur Rekonstruktion einer 3D-Matrix zunehmend an Bedeutung gewonnen. Hier setzt das Produkt Matrigel® der Marke Corning an. Da Matrigel® hauptsächlich aus Kollagen besteht, ermöglicht es Zellen, ihre ursprüngliche Morphologie in einem 3D-Scaffold beizubehalten, und bietet eine geeignete Umgebung zur Aufrechterhaltung des funktionalen Phänotyps dieser Zellen.

Gelatine

Die Schmelztemperatur von Gelatine liegt bei 40 °C. Oberhalb dieser Temperatur liegen die Gelatinketten in Form von Knäueln vor. Die Gelatinelösung befindet sich dann in einer viskosen flüssigen Phase, der sogenannten „Sol“-Phase. Unterhalb von 30 °C kommt es zu einer Renaturierung der nativen Tripelhelix-Struktur, und die Ketten bilden erneut ein dreidimensionales Netzwerk aus helixförmigen Segmenten, die durch einzelsträngige Knäuel verbunden sind. Die Gelatine verhält sich dann elastisch und befindet sich in der sogenannten „Gel“-Phase. Der Übergang zwischen Knäueln und Helices ist vollständig reversibel, und der Übergang von einer Phase in die andere wird als „Sol-Gel-Übergang“ bezeichnet. Aufgrund all dieser physikalischen Eigenschaften ist Gelatine, ebenso wie die zuvor vorgestellten Hydrogele, ein Material der Wahl für die Zellverkapselung.

Hydrogel-Mischungen

Obwohl jedes dieser Hydrogele seine eigenen Eigenschaften besitzt und einzeln für die Zellverkapselung verwendet werden kann, stellt eine Mischung von Hydrogelen die optimale Lösung dar. In der Mikrofluidik ist es nicht unüblich, Alginat beispielsweise mit Matrigel zu kombinieren, um zellhaltige Tröpfchen zu gelieren. Insbesondere ermöglicht diese Kombination von Hydrogelen eine Steigerung der zellulären Ausbreitung [de Guzman et al. 2008 J. Microencapsul].

Methoden zur Erstellung von 3D-Scaffolds in der Mikrofluidik

Der Mechanismus zur Gelierung eines Hydrogels kann bisweilen anspruchsvoll sein, wodurch die Vorbereitung und Handhabung der Gele kompliziert wird. Tatsächlich gibt es 3 Hauptmethoden zur Bereitstellung eines 3D-Scaffolds in der Mikrofluidik: die Forced-Floating-Methode, die Hängetropfen-Methode (Hanging-Drop-Methode) und die agitationsbasierte Methode. In der folgenden Tabelle finden Sie alle Vor- und Nachteile dieser 3 Methoden.

Tabelle 1. Vorgeschlagene Vor- und Nachteile verschiedener Methoden der 3D-Zellkultur. Entnommen und modifiziert nach Breslin und O’Driscoll, 2013, Drug Discovery Today.