El uso de la microfluídica en biología y medicina ofrece nuevas y apasionantes posibilidades para el cultivo celular in vitro gracias al mayor control del microentorno de las células.
Dos temas importantes y relacionados que surgen en este campo son organe sur puce y el cultivo celular en 3D. Las potentes herramientas desarrolladas con la microfabricación de una amplia gama de materiales polímeros y no polímeros en microfluídica y micropatronaje permiten una gran diversidad en la ingeniería de microentornos. Esto hace posible el desarrollo de modelos in vitro con características sin precedentes en cualquier laboratorio con métodos rentables y eficientes en tiempo. No solo se puede controlar el microentorno de manera eficiente, sino que el bajo volumen de estos modelos permite una paralización eficiente de los estudios in vitro, lo que reduce el coste y permite una mayor rendimiento en la detección de fármacos [1] [2].
Se encuentra disponible una amplia gama de materiales para los investigadores que trabajan o aspiran a trabajar en estos campos, con muy diversas características en cuanto a biocompatibilidad, propiedades ópticas y mecánicas, facilidad de manejo y coste. El objetivo de esta revisión es presentar los materiales utilizados en microfluídica que también pueden emplearse para el cultivo celular. Presentaremos brevemente sus puntos fuertes y débiles en relación unos con otros.
Un gran problema al pasar del cultivo celular in vitro convencional al microfluídico es el de la escala. Debido a los cambios de escala, como la relación entre volumen y área superficial en dichos dispositivos de cultivo, las características de las células cultivadas pueden verse alteradas significativamente. Por ejemplo, la proporción entre la superficie de cultivo celular y el volumen del medio cambia drásticamente en comparación con los cultivos convencionales. [3]
Termoestables
El PDMS (polidimetilsiloxano) es el material de elección para la microfluídica, debido principalmente a su sencillo proceso de microfabricación, su transparencia óptica, sus propiedades elastoméricas y su capacidad para unirse permanentemente al vidrio o a sí mismo. Estas propiedades hacen que el PDMS se utilice ampliamente para la microfabricación de dispositivos microfluídicos a escala de laboratorio.
En el cultivo celular, la biocompatibilidad y la permeabilidad a los gases del PDMS lo hacen apto para el cultivo celular en microcanales. Sus propiedades ópticas combinadas con una baja autofluorescencia lo hacen ideal para la detección por fluorescencia, y se puede moldear y unir sin necesidad de una sala blanca, lo que resulta atractivo para los equipos de investigación que buscan iniciarse en la microfluídica.
Sin embargo, el PDMS presenta ciertos inconvenientes, especialmente en lo que respecta a la absorción de moléculas pequeñas. Esto puede resultar especialmente crítico en el cultivo celular para ensayos farmacológicos, ya que el PDMS puede alterar significativamente las concentraciones de las especies de interés, un factor crucial al monitorizar concentraciones en rangos nano y micromolares.[4]
Asimismo, el PDMS es permeable al vapor de agua, por lo que el dispositivo puede deshidratarse o presentar una concentración osmótica inestable en los canales.
Estas propiedades pueden dificultar considerablemente el uso del PDMS en experimentos Longer. No obstante, este material ha sido un pilar fundamental en la microfluídica durante mucho tiempo y cuenta con una amplia bibliografía que ya aborda la materia.
Polímeros termoplásticos para el cultivo celular
Los polímeros termoplásticos, como el policarbonato y el poliestireno, constituyen otro tipo de material utilizado en microfluídica que también se ha aplicado en el cultivo celular. El proceso de microfabricación es rápido; pasar del material base a un chip funcional puede lograrse en cuestión de minutos y adaptarse a cualquier escala, desde la creación de prototipos hasta la industrialización.
Por lo general, presentan interfaces rígidas, lo que dificulta el proceso de unión en comparación con el PDMS. No obstante, la gran variedad de termoplásticos los convierte en una opción prometedora para el desarrollo de futuras aplicaciones, ya que es posible encontrar uno cuyas características se adapten a la aplicación específica, requiriendo todos ellos el mismo proceso de producción con ligeras modificaciones.
Algunos de los termoplásticos utilizados en microfluídica y para el cultivo celular son:
Poliestireno (PS) y polímero de cicloolefina (COP)[5] han demostrado ser adecuados para el cultivo celular, al tiempo que reducen la absorción de moléculas pequeñas hidrófobas y la liberación de oligómeros no reticulados presentes en el PDMS.
Los copolímeros de cicloolefina (COC)[6] [7] [8] son una categoría de COP fabricados con múltiples tipos de monómeros. Algunas variantes poseen una gran inercia biológica y son aptas para el cultivo celular de células HeLa tras un tratamiento con plasma de aire. [9]
Poli(metacrilato de metilo) (PMMA) es un termoplástico que no solo permite el grabado en caliente, sino también el grabado láser, lo que reduce el número de componentes necesarios para el proceso de microfabricación. [10] [11] [12]
Policarbonato (PC) es un material ya ampliamente utilizado en el cultivo celular y que también se ha empleado en microfluídica. Sin embargo, la naturaleza cerrada de los canales combinada con la baja permeabilidad del material hace que no sea ideal dadas las restricciones específicas de la microfluídica. Por lo tanto, el PC se emplea a menudo junto con el PDMS en chips híbridos para generar gradientes de oxígeno gracias a su baja permeabilidad al oxígeno. [13]
Se ha demostrado que los termoplásticos como el COC, el PMMA y el PC muestran una autofluorescencia significativamente mayor que el PDMS, lo que los hace inadecuados para ciertos métodos de detección. [14]
Elastómero termoplástico blando
El uso de materiales elastoméricos blandos es de gran interés para la microfluídica en general. La baja rigidez de dichos materiales los hace lo suficientemente deformables para la fabricación directa de elementos mecánicos integrados, tales como micropompas y válvulas. Esto facilita enormemente la implementación de funciones complejas en materiales elastoméricos como el PDMS. Otra categoría de materiales elastoméricos son los elastómeros termoplásticos blandos (sTPE). Consisten en copolímeros en bloque compuestos por una matriz elastomérica con dominios termoplásticos duros formados por múltiples bloques lo suficientemente pequeños como para ser continuos a la escala de los microdispositivos (µm). Esto confiere propiedades químicas y un proceso de moldeo sencillo similares a los de los termoplásticos rígidos, combinados con propiedades elastoméricas que permiten un fácil sellado y la incorporación de características micromecánicas.
Flexdym[15] es un sTPE desarrollado para mitigar los inconvenientes del PDMS en microfluídica en lo que respecta a la creación rápida de prototipos, la adsorción, la absorción y la unión de sustratos, manteniendo al mismo tiempo ventajas como la flexibilidad, las propiedades ópticas, la biocompatibilidad y la permeabilidad a los gases. Puede utilizarse para el cultivo celular gracias a su permeabilidad a los gases (aunque es inferior a la del PDMS) y la creación de prototipos puede ser sumamente rápida, requiriendo solo unos minutos desde el proceso de moldeo hasta el chip sellado definitivo. Asimismo, es apto para moldeo por inyección, lo que simplifica la escalabilidad a nivel industrial.
Los perfluoropoliéteres (PFPE) [16] se han utilizado para el cultivo celular y muestran un rendimiento similar al de los chips de PDMS, principalmente debido a su permeabilidad a los gases. Los PFPE son blandos y transparentes, lo que los hace muy similares al PDMS. Pueden estructurarse directamente mediante fotolitografía, lo cual representa una ventaja significativa, ya que elimina la necesidad de un molde y reduce el número de etapas en la producción de microchips. No obstante, entre sus inconvenientes se encuentran su elevado coste y la marcada inercia química del material, que dificulta la modificación superficial.
El vidrio [17] posee propiedades muy interesantes para el cultivo celular microfluídico, especialmente su estabilidad química y sus propiedades ópticas, las cuales pueden aprovecharse para incrementar la repetibilidad de las mediciones. Sin embargo, un proceso de producción complejo y costoso lo convierte en un material de nicho tanto para la investigación como para la industria. El vidrio sigue siendo un material de primera categoría para la creación de prototipos, pero la versatilidad de los tratamientos de superficie disponibles para él y su resistencia pueden compensar su mayor coste, en particular para los chips reutilizables.
La microfluídica basada en papel constituye un desarrollo reciente para la producción de aplicaciones de diagnóstico en el punto de atención (point-of-care) de bajo coste. La impresión de microrreactores de cultivo sobre papel mediante la modificación de la superficie para potenciar la adhesión celular resulta especialmente prometedora para futuros diagnósticos de detección celular de bajo coste. [18]
[1] Su, X., Young, E. W., Underkofler, H. A., Kamp, T. J., January, C. T., & Beebe, D. J. (2011). Microfluidic cell culture and its application in high-throughput drug screening: cardiotoxicity assay for hERG channels. Journal of biomolecular screening, 16(1), 101-111.
[2] An, D., Kim, K., & Kim, J. (2014). Microfluidic system based high throughput drug screening system for curcumin/TRAIL combinational chemotherapy in human prostate cancer PC3 cells. Biomolecules & therapeutics, 22(4), 355-362.
[3] Walker, G. M., Zeringue, H. C., & Beebe, D. J. (2004). Microenvironment design considerations for cellular scale studies. Lab on a Chip, 4(2), 91-97.
[4] Toepke, M. W., & Beebe, D. J. (2006). PDMS absorption of small molecules and consequences in microfluidic applications. Lab on a Chip, 6(12), 1484-1486.
[5] Su, X., Young, E. W., Underkofler, H. A., Kamp, T. J., January, C. T., & Beebe, D. J. (2011). Microfluidic cell culture and its application in high-throughput drug screening: cardiotoxicity assay for hERG channels. Journal of biomolecular screening, 16(1), 101-111.
[6] Mottet, G., Perez-Toralla, K., Tulukcuoglu, E., Bidard, F. C., Pierga, J. Y., Draskovic, I., … & Louis Viovy, J. (2014). A three dimensional thermoplastic microfluidic chip for robust cell capture and high resolution imaging. Biomicrofluidics, 8(2), 024109.
[7] Jena, R. K., & Yue, C. Y. (2012). Cyclic olefin copolymer based microfluidic devices for biochip applications: Ultraviolet surface grafting using 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine. Biomicrofluidics, 6(1), 012822.
[8] Nunes, P. S., Ohlsson, P. D., Ordeig, O., & Kutter, J. P. (2010). Cyclic olefin polymers: emerging materials for lab-on-a-chip applications. Microfluidics and nanofluidics, 9(2-3), 145-161.
[9] Johansson, B. L., Larsson, A., Ocklind, A., & Öhrlund, Å. (2002). Characterization of air plasma‐treated polymer surfaces by ESCA and contact angle measurements for optimization of surface stability and cell growth. Journal of applied polymer science, 86(10), 2618-2625.
[10] Hong, T. F., Ju, W. J., Wu, M. C., Tai, C. H., Tsai, C. H., & Fu, L. M. (2010). Rapid prototyping of PMMA microfluidic chips utilizing a CO2 laser. Microfluidics and nanofluidics, 9(6), 1125-1133.
[11] Wei, C. W., Cheng, J. Y., & Young, T. H. (2006). Elucidating in vitro cell-cell interaction using a microfluidic coculture system. Biomedical microdevices, 8(1), 65-71.
[12] Ma, L., Zhou, C., Lin, B., & Li, W. (2010). A porous 3D cell culture micro device for cell migration study. Biomedical microdevices, 12(4), 753-760.
[13] Chang, C. W., Cheng, Y. J., Tu, M., Chen, Y. H., Peng, C. C., Liao, W. H., & Tung, Y. C. (2014). A polydimethylsiloxane–polycarbonate hybrid microfluidic device capable of generating perpendicular chemical and oxygen gradients for cell culture studies. Lab on a Chip, 14(19), 3762-3772.
[14] Piruska, A., Nikcevic, I., Lee, S. H., Ahn, C., Heineman, W. R., Limbach, P. A., & Seliskar, C. J. (2005). The autofluorescence of plastic materials and chips measured under laser irradiation. Lab on a Chip, 5(12), 1348-1354.
[15] Roy, E., Stewart, G., Mounier, M., Malic, L., Peytavi, R., Clime, L., … & Veres, T. (2015). From cellular lysis to microarray detection, an integrated thermoplastic elastomer (TPE) point of care Lab on a Disc. Lab on a Chip, 15(2), 406-416.
[16] Jellali, R., Paullier, P., Fleury, M. J., & Leclerc, E. (2016). Liver and kidney cells cultures in a new perfluoropolyether biochip. Sensors and Actuators B: Chemical, 229, 396-407.
[17] Jang, K., Sato, K., Igawa, K., Chung, U. I., & Kitamori, T. (2008). Development of an osteoblast-based 3D continuous-perfusion microfluidic system for drug screening. Analytical and bioanalytical chemistry, 390(3), 825-832.
[18] Corradini, E., Curti, P. S., Meniqueti, A. B., Martins, A. F., Rubira, A. F., & Muniz, E. C. (2014). Recent advances in food-packing, pharmaceutical and biomedical applications of zein and zein-based materials. International journal of molecular sciences, 15(12), 22438-22470.
